Un nouvel hydrogel injectable contenant du polyétheréthercétone pour la régénération osseuse dans la région craniofaciale

Rapports scientifiques volume 13, Numéro d'article : 864 (2023) Citer cet article

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Le polyétheréthercétone (PEEK) est un matériau organique introduit comme alternative aux implants en titane. Les hydrogels injectables sont l'approche la plus prometteuse pour la régénération osseuse dans la cavité buccale pour combler les défauts avec des formes et des contours irréguliers de manière conservatrice. Dans la présente étude, des hydrogels injectables d'aldéhyde-cellulose nanocristalline/fibroïne de soie (ADCNCs/SF) contenant du PEEK ont été synthétisés et leur capacité de régénération osseuse a été évaluée. La structure, l'interaction intermoléculaire et la réaction entre les composants ont été évaluées dans la structure de l'hydrogel. La cytocompatibilité des échafaudages fabriqués a été évaluée sur des cellules souches de pulpe dentaire humaine (hDPSC). De plus, la capacité d'ostéoinduction des hydrogels ADCNC/SF/PEEK sur les hDPSC a été évaluée à l'aide de la PCR en temps réel, du Western blot, de la coloration au rouge alizarine et de l'activité ALP. La formation osseuse dans les défauts de taille critique du crâne des rats a été évaluée histologiquement et radiographiquement. Les résultats ont confirmé la fabrication réussie de l'hydrogel et sa capacité d'induction ostéogénique sur les hDPSC. De plus, en phase in vivo, la formation osseuse était significativement plus élevée dans le groupe ADCNCs/SF/PEEK. Par conséquent, la régénération osseuse améliorée en réponse aux hydrogels chargés de PEEK a suggéré son potentiel de régénération de la perte osseuse dans la région craniofaciale, entourant explicitement les implants dentaires.

Au cours des dernières décennies, l'ingénierie des tissus osseux a fourni une alternative prometteuse pour la reconstruction des défauts osseux dans la région craniofaciale1,2,3. Les défauts osseux dans cette zone se produisent en raison d'anomalies congénitales, d'infections et d'une résorption osseuse consécutive à un traumatisme, à une résection tumorale et à une extraction dentaire4,5. Ces défauts affectent significativement la qualité de vie des patients et doivent être traités pour retrouver la fonction maxillo-faciale et l'esthétique6,7.

Les structures osseuses dynamiques présentent des capacités de régénération remarquables dans la reconstruction de défauts inférieurs à la taille critique. Les défauts de taille critique n'ont pas de capacité d'auto-guérison et nécessitent une intervention de reconstruction supplémentaire8. Les approches conventionnelles pour traiter ce type de défauts osseux, telles que les greffes osseuses autologues/allogènes et les prothèses métalliques, sont limitées par la morbidité et la pénurie de sites donneurs, la possibilité de résorptions et la fabrication et la mise en forme compliquées pour combler les défauts irréguliers9,10. En raison de ces limitations, les approches d'ingénierie tissulaire osseuse avec des hydrogels polymères 3D biodégradables et biocompatibles peuvent être considérées comme un candidat potentiel pour augmenter l'efficacité des protocoles de traitement en améliorant la prolifération et la différenciation des cellules souches. Les propriétés similaires des hydrogels à la matrice extracellulaire osseuse native (ECM) et la fourniture de facteurs ostéogéniques sont les principales caractéristiques qui rendent un hydrogel adapté à la régénération osseuse. Une autre caractéristique essentielle à considérer est l'injectabilité de ces hydrogels, qui offre un large éventail d'avantages par rapport aux hydrogels préfabriqués11,12,13. Ces hydrogels injectables démontrent un soutien exceptionnel pour l'infiltration, la fixation, la prolifération et la différenciation des cellules souches lorsqu'ils sont fabriqués avec des polymères et des substances appropriés. De plus, la manipulation facile, l'administration peu invasive et la satisfaction des défauts osseux de forme irrégulière sont les avantages de ces hydrogels injectables en application clinique en plus de la commodité des patients14,15,16,17,18.

Divers biomatériaux ont été appliqués pour reconstruire les tissus osseux endommagés et perdus19,20,21. Le polyétheréthercétone (PEEK) est un polymère organique et synthétique prometteur à structure semi-cristalline. Il est devenu plus populaire en raison de sa biocapacité élevée, de sa radiotransparence et de son élasticité similaire à celle de l'os naturel par rapport aux matériaux métalliques tels que le titane (Ti)22,23,24. De plus, selon les rapports, les implants en titane et leurs alliages ont montré une libération d'ions métalliques, une ostéolyse, une allergénicité et une corrosion des métaux lors de la reconstruction des défauts osseux dans la région craniofaciale25,26. L'application du PEEK dans différents substrats et matériaux depuis plus de 40 ans valide ses grandes capacités d'application de biomatériaux. En tant que polymère haute performance, le PEEK présente une excellente résistance chimique, une température de fusion élevée de 340 °C, une résistance supérieure aux radiations et à la stérilisation, un module d'élasticité élevé de 3,7 à 4,0 GPa et une résistance à la traction élevée de 103 MPa27. Parmi les matériaux prothétiques, le PEEK est largement utilisé comme composant en raison de sa bonne stabilité à la chaleur et de ses propriétés mécaniques similaires à celles de l'os naturel. Ces propriétés aident les composites à base de PEEK à favoriser la régénération osseuse et à retarder la résorption osseuse adjacente28. Une large gamme d'implants rachidiens a été fabriquée à partir de PEEK, y compris des cages, des tiges et des vis, qui sont conçues pour rester rigides pendant que les os fusionnent progressivement29,30,31,32. Les caractéristiques les plus notables du PEEK, qui en fait un bon matériau dans la région craniofaciale, comprennent, mais sans s'y limiter, d'excellentes propriétés mécaniques, une radiotransparence naturelle et une transformation réduite de la chaleur19,33. De plus, il existe plusieurs éléments de preuve concernant la réduction de l'ostéolyse, l'augmentation de la formation osseuse et le soutien de la minéralisation initiale autour des implants PEEK19. Cependant, certaines études ont montré que ce substrat n'est pas aussi bioactif que le Ti ; par conséquent, ils ont suggéré l'incorporation de PEEK avec d'autres matériaux22,34,35.

En raison de ses caractéristiques importantes, la fibroïne de soie (SF) est un biopolymère approprié pour la synthèse d'hydrogels. Cependant, ce matériau indique moins de résistance mécanique, ce qui pourrait être résolu par une réticulation avec d'autres matériaux36. Les nanocristaux de cellulose sont des polysaccharides naturels aux propriétés physico-chimiques remarquables, qui font de cette substance un puissant agent de renforcement pour des applications biomédicales, notamment en génie tissulaire osseux37.

Bien que différentes études démontrent les caractéristiques notables des matériaux à base de PEEK, aucune étude n'a évalué les hydrogels injectables contenant du PEEK avec un comportement de gélification in situ pour améliorer la capacité ostéogénique de ce matériau pour la régénération osseuse. Par conséquent, dans la présente étude, les hydrogels d'aldéhyde-cellulose nanocristallin/fibroïne de soie/PEEK (ADCNCs/SF/PEEK) ont été synthétisés et leur capacité d'ostéogenèse a été évaluée à la fois in vitro et in vivo.

La fabrication réussie de cet hydrogel et de sa structure poreuse a été caractérisée par la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FTIR), l'analyse thermogravimétrique (TGA) et la microscopie électronique à balayage (SEM). En phase in vitro, la cytocompatibilité des hydrogels fabriqués a été évaluée par dosage du 3'(3-[4,5-dimethylthiazol-2-yl]-2,5 diphenyl tetrazolium bromure) (MTT) sur des cellules souches de pulpe dentaire humaine (hDPSCs ). Les HDPSC sont des cellules stromales multipotentes faciles d'accès extraites du tissu pulpaire avec une efficacité élevée et une faible morbidité. Ils peuvent être cryoconservés en toute sécurité pour être utilisés dans des essais cliniques. En tant qu'ostéoblastes, ces cellules peuvent synthétiser des puces de tissu osseux tissé 3D et se différencier de manière synergique en endothéliocytes et ostéoblastes. Ces cellules souches mésenchymateuses semblent privilégiées sur le plan immunitaire car elles peuvent être greffées dans des tissus allogéniques et exercer des effets anti-inflammatoires38. La différenciation ostéogénique de ces cellules sur des hydrogels fabriqués a également été mesurée par la coloration au rouge d'alizarine, l'activité de la phosphatase alcaline (ALP), la PCR en temps réel et le Western blot pour les marqueurs associés. En outre, l'os nouvellement formé dans un défaut crânien de rat de taille critique a été évalué par histologie et tomodensitométrie à faisceau conique (CBCT).

Les temps de gélification moyens des hydrogels ADCNC/SF avec et sans PEEK étaient (63,21 ± 6,35 s) et (83,10 ± 9,21 s) respectivement, ce qui n'a pas montré de différence statistiquement significative.

Les spectres FTIR des ADCNC, SF, PEEK, ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK ont été affichés sur la Fig. 1. Le spectre FTIR de la fibroïne de soie a montré de fortes bandes d'absorption à 1540 cm-1 et 1244 cm-1 (amide II et III), 1660 cm-1 (étirement amide I, CO et CN), 3300 cm-1 (étirement NH), respectivement. Les bandes à 1500–1300 cm−1 et 1100–900 cm−1 pourraient également être liées aux régions de flexion CH et d'étirement du squelette, respectivement. De plus, la séquence -gly-gly- de la chaîne de fibroïne de soie a été observée par la bande à 1016 cm-1. Le spectre FTIR du PEEK a révélé le pic de vibration d'étirement asymétrique pour R – O – R à 1217,06 cm-1, le pic de vibration du cadre de l'anneau aromatique à 1593,49 cm-1 et 1485,73 cm-1, le pic de vibration d'étirement pour C = O à 1648 cm-1; et pic de vibration d'étirement symétrique pour R–CO–R à 925,29 cm−1. De plus, le pic à 835,27 cm−1 et 765,07 cm−1 peut être attribué aux pics d'absorption des vibrations de flexion pour C–H hors du plan du cycle benzénique. La substitution en position para du cycle aromatique a été observée à 836,92 cm-1. Dans le spectre des ADCNC, la vibration symétrique à ~ 1742 cm−1 peut correspondre à la formation d'hémiacétal de groupes aldéhydes libres des AD-CNC. Après préparation de l'hydrogel ADCNC/SF, un nouveau pic d'absorption a été observé à 1680 cm-1 en raison de la réticulation chimique entre les groupes amino du SF et les groupes dialdéhyde des ADCNC. De plus, la présence d'un nouveau pic à 1648 cm-1 a confirmé l'incorporation réussie de PEEK dans l'échafaudage ADCNCs/SF.

Spectres FTIR des ADCNC, SF, PEEK, ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK.

Les résultats de l'analyse thermogravimétrique des hydrogels ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK sont présentés à la Fig. 2. Les courbes TGA des hydrogels montrent une perte de poids en trois étapes. La première étape (30 à 210 ° C) est liée à la perte d'eau absorbée et liée, environ 6% de perte de poids pour les hydrogels ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK. La deuxième étape, 210-310 °C, est due à la dégradation des ADCNC et du SF avec une perte de poids de 37 %. La troisième étape de perte de poids correspond à la dissociation ou au réarrangement de la chaîne. Selon la littérature antérieure, l'ajout de composés minéraux tels que le PEEK augmente le poids résiduel de la dégradation thermique, ce qui représente une stabilité thermique améliorée39,40,41.

Courbes TGA des ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK.

Les comportements rhéologiques des hydrogels développés ont été conduits par rhéologie oscillatoire. En fonction de la fréquence angulaire, l'association du stockage (G′) et du module de perte (G″) des hydrogels a été caractérisée dans la Fig. 3. Les comportements rhéologiques sont principalement influencés par les liaisons covalentes entre les groupes amino du SF et l'aldéhyde. la fonctionnalité, la liaison électrostatique et hydrogène entre SF et ADCNC, et le renforcement dans le réseau42. Les résultats ont montré que G″ était inférieur à G′ pour les hydrogels SF/ADCNCs contenant du PEEK, ce qui revendique un réseau réticulé stable amélioré rapidement avec la teneur en PEEK. De plus, la bonne compatibilité interfaciale entre SF, ADCNC et PEEK a été observée car SF/ADCNC/PEEK offrait une amplitude de G' 1,1 fois supérieure à celle de SF/ADCNC.

Balayage en fréquence des hydrogels ADCNCs/SF et ADCNCs/SF/PEEK.

Les résultats de l'étude de dégradation ont montré la réduction du taux de dégradation dans les hydrogels ADCNCs/SF/PEEK en raison de la diminution de la mobilité des chaînes de réseau, conduisant à la faible pénétration des molécules d'eau dans la structure de l'hydrogel. Par conséquent, les hydrogels ADCNC/SF/PEEK avaient un taux de dégradation plus lent que les hydrogels ADCNC/SF (Fig. 4A).

(A) Profil de dégradation in vitro des ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK. (B) Degré de gonflement des hydrogels ADCNCs/SF et ADCNCs/SF/PEEK. Les données sont exprimées en moyenne ± écart type (n = 3).

Comme indiqué dans des études antérieures, les propriétés de gonflement des hydrogels dépendent principalement de la capacité hydrophile des groupes fonctionnels, de la cristallinité et de la résistance mécanique43. À cet égard, les résultats ont indiqué que le gonflement des composites d'hydrogel avait été atteint jusqu'au gonflement d'équilibre des composites d'hydrogel 12 h après avoir été immergé dans du PBS (Fig. 4B). Cette découverte suggère les caractéristiques de gonflement rapide de l'hydrogel. Le taux de gonflement de l'hydrogel ADCNCs/SF était statistiquement plus élevé que celui des hydrogels ADCNCs/SF/PEEK, confirmant que l'ajout de PEEK comme matériau de renfort a influencé la cristallinité de la matrice. D'autre part, le taux de gonflement a diminué à mesure que le PEEK était incorporé en raison de sa haute cristallinité et de sa nature hydrophobe.

La morphologie de la poudre de PEEK dans une image à faible grossissement a montré que les particules de PEEK ont une forme presque sphérique (Fig. 5a). L'image à fort grossissement a révélé que la surface des particules était relativement rugueuse (Fig. 5b). Le composite présentait des structures poreuses interconnectées (Fig. 5c). La morphologie des échafaudages ADCNC/SF/PEEK avec un grossissement plus élevé est illustrée à la Fig. 5d. Les évaluations SEM ont démontré un échafaudage poreux homogène. De plus, l'adhérence des hDPSC sur la structure de l'échafaudage a été révélée par SEM (Fig. 5e).

Image MEB. (a) particules PEEK à faible grossissement, (b) particules PEEK à fort grossissement, (c et d) hydrogel ADCNCs/SF/PEEK ; (e) Cellules souches de pulpe dentaire humaine sur des hydrogels fabriqués.

La prolifération des hDPSC a été déterminée par le test MTT 1, 3 et 5 jours après l'ensemencement sur les hydrogels ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK. Par rapport au groupe témoin (cellules sans hydrogels), la viabilité des hDPSC a été augmentée dans tous les groupes (Fig. 6). De plus, la prolifération des hDPSC ensemencés sur des hydrogels a augmenté au fil du temps. En d'autres termes, la prolifération des hDPSC a augmenté de manière significative en fonction du temps. Généralement, 3 et 5 jours après l'ensemencement des cellules souches sur les hydrogels ADCNCs/SF/PEEK, une augmentation significative de la valeur de DO a été observée.

Le test MTT a indiqué la cytocompatibilité des échafaudages synthétisés. La prolifération des hDPSC ensemencés sur des hydrogels a augmenté au fil du temps. Cette prolifération a augmenté de manière significative aux jours 3 et 5 après l'ensemencement des cellules souches sur des hydrogels. Contrôle : DPSCs sans hydrogels face, ADCNCs/SF : DPSCS ensemencés sur hydrogel sans PEEK, ADCNCs/SF/PEEK : DPSCS ensemencés sur hydrogel contenant PEEK (*P < 0,05).

L'activité enzymatique ALP a été mesurée sept jours après l'ensemencement des hDPSC sur des hydrogels. Selon les résultats, l'expression de cette enzyme a été significativement augmentée dans les groupes ADCNC/SF/PEEK par rapport aux groupes ADCNC/SF et contrôle (P < 0,00). L'activité ALP dans les groupes expérimentaux était de 123, 428, 228, 5933 et 261, 47 (UI / mg de protéine) dans les groupes témoins, ADCNC / SF et ADCNC / SF / PEEK, respectivement (Fig. 7.A).

(A) L'activité de la phosphatase alcaline a augmenté de manière significative dans les deux hydrogels fabriqués par rapport au groupe témoin (B) La coloration au rouge d'alizarine a été réalisée pour détecter l'accumulation de calcium dans les hDPSC. Par rapport au contrôle, l'intensité de la couleur rouge était significativement plus élevée dans les hydrogels ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK. De plus, l'ajout de PEEK dans le squelette de l'échafaudage a montré une minéralisation considérablement élevée par rapport au groupe témoin. Contrôle : DPSCs sans hydrogels face, ADCNCs/SF : DPSCS ensemencés sur hydrogel sans PEEK, ADCNCs/SF/PEEK : DPSCs ensemencés sur hydrogel contenant PEEK (*P < 0,05).

Le dépôt de calcium des hDPSC sur l'hydrogel injectable contenant des particules de PEEK a été considérablement augmenté, ce qui a été détecté par les taches rouges dans le test de coloration Alizarin Red S (Fig. 7B).

L'influence des hydrogels synthétisés sur l'ostéogenèse des HDPSC a été analysée par l'expression de marqueurs ostéogéniques, notamment Runx2, l'ostéocalcine (OCN) et COL1α1, tant au niveau des gènes que des protéines. Selon les résultats, les cellules ensemencées sur les ADCNC/SF/PEEK avaient des niveaux d'expression d'ARNm plus élevés (Fig. 8A). Cette différence était significative par rapport aux ADCNC/SF et aux groupes témoins pour tous les gènes évalués. L'analyse par Western blot a également révélé que le composant ADCNCs / SF / PEEK entraînait une régulation nettement à la hausse de l'expression des protéines Runx2, COL1α1 et OCN (Fig. 8B). Comme indiqué, les résultats du Western blot étaient cohérents avec les données de la PCR. Les résultats ont démontré que la présence de particules de PEEK dans l'hydrogel induisait l'expression de gènes et de protéines ostéogéniques dans les hDPSC et favorisait leur différenciation en ostéoblastes.

(A) Les niveaux d'expression des gènes Runx2, OCN et COL1A1 dans les hDPSC ensemencés sur des hydrogels synthétisés après 14 jours ont considérablement augmenté. (B) Western blot a évalué la sécrétion des mêmes facteurs dans les niveaux de protéines après 7 jours. L'ensemencement des hDPSC sur les hydrogels synthétisés a également augmenté l'expression des marqueurs ostéogéniques évalués dans les niveaux de protéines. Contrôle : DPSC sans hydrogels, ADCNC/SF : DPSC ensemencés sur hydrogel ADCNC/SF, ADCNC/SF/PEEK : DPSC ensemencés sur hydrogel contenant du PEEK (*P < 0,05).

Une analyse CBCT a été réalisée pour évaluer la formation osseuse dans la zone du défaut 8 semaines après l'implantation des hydrogels. Le volume total de formation osseuse dans les défauts de taille critique était de 28,59 ± 7,5990 mm3, alors que ces quantités étaient de 38,15 ± 11,63 mm3 et 52,5 ± 7,8 mm3 dans les groupes ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK, respectivement. Les différences entre les groupes étudiés étaient significativement plus élevées dans les hydrogels ADCNC/SF/PEEK par rapport au groupe témoin (Fig. 9).

Les hydrogels injectables ADCNC/SF/PEEK ont considérablement augmenté la formation osseuse après 8 semaines, comme le prouve le CBCT. La fermeture presque complète s'est produite dans le groupe ADCNCs/SF/PEEK, tandis que le groupe ADCNCs/SF a causé moins de volume osseux dans la zone du défaut. Le volume osseux (mm3) a été mesuré dans les sites de défauts de tous les échantillons. La différence significative était entre les groupes ADCNCs/SF/PEEK avec contrôle. Contrôle : défauts osseux de taille critique sans aucun traitement, ADCNCs/SF : défauts osseux de taille critique remplis d'hydrogel sans PEEK, ADCNCs/SF/PEEK : défauts osseux de taille critique remplis d'hydrogel contenant du PEEK (*P < 0,05).

Huit semaines après la chirurgie, aucune réaction inflammatoire ou infectieuse grave n'a été observée dans les groupes. La coloration à l'hématoxyline et à l'éosine (H&E) dans les échantillons du groupe témoin a identifié l'os lamellaire occupé par des ostéocytes matures et de la moelle osseuse autour du défaut. Le bord du défaut osseux était évidemment détectable dans la coupe de tissu, tandis que quelques cellules ostéoblastiques ont été observées autour du défaut osseux. Ce groupe n'avait pas de régénération osseuse significative (Fig. 10A). Dans le groupe ADCNCs/SF, une nouvelle formation osseuse a commencé au niveau de la zone d'injection dans le défaut osseux. Quelques spicules osseux avec une minéralisation centrale entourée d'ostéoblastes ont été présentés autour de la zone de défaut. Le tissu conjonctif contenant des fibroblastes et de nouveaux vaisseaux sanguins a assuré le processus de guérison dans différentes parties de ce groupe. Certaines cellules inflammatoires ont été observées dans le tissu conjonctif; cependant, il n'y avait aucun signe évident d'inflammation chez les rats. Une régénération osseuse modérée a été présentée dans ce groupe, tandis que la plupart des tissus remplis étaient du tissu conjonctif (Fig. 10B). Dans le groupe contenant du PEEK, la progression d'une plus grande formation de nouvel os était perceptible. La zone du défaut était remplie de nombreuses zones micro-kystiques contenant la phase primaire de la formation osseuse. Ce groupe n'avait pas de régions sans cellules et l'ensemble du défaut était rempli de tissu régénérateur. Les zones des stades primaires et avancés de la formation osseuse ont été présentées. La légère formation de la matrice osseuse a été identifiée. Plusieurs ostéoblastes étaient détectables autour des spicules osseux. Dans certaines régions, la matrice a mûri et le dépôt de minéraux a formé un os nouveau mais mûr contenant des cellules ostéoïdes. Du tissu conjonctif contenant des fibroblastes a été observé, alors qu'il n'y avait aucun signe de réaction à corps étranger (Fig. 10C).

Histologie des échantillons. (A) Défauts osseux de taille critique sans traitement : un défaut osseux a été identifié dans la partie centrale de la section. Autour du défaut osseux, de l'os mature contenant de la moelle osseuse (A) était détectable. (B) Défauts osseux de taille critique remplis d'hydrogel sans PEEK (ADCNC/SF) : la zone principale des défauts osseux était remplie de tissu conjonctif et fibreux (FT). Des spicules osseux avec une minéralisation centrale ont été observés dans certaines parties (B). (C) Défauts osseux de taille critique remplis d'un hydrogel contenant du PEEK (ADCNCs/SF/PEEK) : Diverses zones microkystiques contenant la phase primaire de calcification (A) et plusieurs îlots de nouvelle formation osseuse (B) étaient présents dans la zone de cicatrisation . Les flèches noires montrent des ostéoblastes autour des spicules osseux. La cavité a été remplie de tissu régénératif, y compris le tissu fibreux (FT) et la matrice osseuse. L'os mature contenant des ostéoblastes (cercles noirs) est évident en haut à droite de la coupe.

Au cours des dernières décennies, l'application des hydrogels injectables pour la reconstruction de défauts osseux de taille et de forme irrégulières a attiré une attention considérable. L'objectif de l'étude actuelle était de développer un hydrogel injectable contenant du PEEK pour régénérer les défauts osseux de taille critique dans la région crânienne. Ces défauts chirurgicalement difficiles doivent être gérés avec soin pour reconstruire la zone perdue afin d'obtenir la fonction et l'esthétique souhaitées. Les hydrogels de formation in situ injectables sont des approches prometteuses qui peuvent fournir une manipulation facile, une distribution facile et homogène de l'hydrogel dans des défauts irréguliers et importants avant la gélification complète de l'hydrogel. De plus, ces matériaux sont peu invasifs, ce qui réduit la nécessité de grandes incisions entraînant la commodité du patient, la formation de cicatrices et l'infection44,45.

Sur la base des résultats de l'étude actuelle, les hydrogels de formation injectables in situ fournissent des structures poreuses interconnectées. Cette structure offre une surface appropriée pour l'adhésion cellulaire, la distribution des nutriments et des déchets42. La non-toxicité des hydrogels fabriqués est un autre facteur critique pour le développement de biomatériaux. La cytocompatibilité de l'hydrogel développé dans cette étude a été confirmée par le test MTT. De plus, la capacité ostéoinductive de cet hydrogel a été observée à la fois dans les phases in vitro et in vivo.

Le PEEK peut être considéré comme un candidat principal pour le remplacement des implants métalliques en raison de ses propriétés mécaniques et chimiques. Cependant, il est signalé comme une substance bio-internet dans certaines publications, ce qui peut constituer un obstacle à ses applications biologiques et cliniques29,46,47. Certaines études ont démontré que ce matériau ne pouvait pas induire autant de prolifération que d'autres matériaux similaires comme le titane19,48. Cependant, cette pénurie tente d'être couverte par la modulation de surface. Selon les preuves, la morphologie et la prolifération cellulaires sont directement affectées par la rugosité de surface des matériaux49. Les chercheurs ont montré qu'une rugosité modérée du PEEK permettait une meilleure fixation des cellules50,51. De plus, certaines études ont montré que la topographie joue un rôle plus important dans l'attachement cellulaire que la composition chimique51,52,53. Par conséquent, l'adhésion et la prolifération cellulaire semblent être affectées non seulement par la composition chimique mais également par la topographie des substrats. Le PEEK a montré des effets prolifératifs dans différentes lignées cellulaires54. De plus, une revue systématique a montré une amélioration de l'adhérence, de la prolifération, de la biocompatibilité et de l'ostéogenèse à la surface des matériaux d'implant PEEK22. Dans la présente étude, les hydrogels ADCNC/SF/PEEK fabriqués n'avaient aucune cytotoxicité sur les hDPSC. Les HDPSC sur des hydrogels fabriqués ont fourni une meilleure prolifération cellulaire par rapport au groupe témoin. De plus, l'ajout de PEEK sur le squelette ADCNCs/SF a eu un effet positif sur ces cellules. Ces résultats ont montré que la rugosité de surface du PEEK pouvait être considérée comme un avantage pour la prolifération cellulaire. Des résultats similaires ont été obtenus alors que la rugosité de la surface augmentait en présence du PEEK55.

Pour évaluer la réponse des hDPSC aux hydrogels fabriqués, des tests ALP, AlZ, PCR en temps réel et Western blot ont été effectués. L'ALP est connue comme un marqueur de différenciation osto/odontogène précoce qui est essentiel pour la minéralisation suivante. Le mécanisme sous-jacent est lié à l'hydrolyse de l'ester phosphate avec Alp en tant que facteur de transcription qui peut favoriser la différenciation des ostéoblastes56,57. Les quantités accrues de niveau de phosphate sécrété dans les groupes ADCNC/SF et ADCNC/SF/PEEK par rapport au groupe témoin ont démontré la sécrétion plus élevée de ce marqueur de différenciation précoce. L'évaluation des hydrogels à base de nanocristaux de cellulose a également montré un niveau accru d'activité Alp dans les lignées cellulaires MC3T3-E158,59.

La coloration au rouge Alizarine a été appliquée pour évaluer le potentiel de minéralisation des hydrogels développés sur les hDPSC. Dans ce test, la coloration positive et la forte couleur rouge indiquent un dépôt de phosphate de calcium et une minéralisation37. Les hydrogels contenant du PEEK ont démontré des valeurs de DO plus élevées que les ADCNC/SF et le groupe témoin, ce qui suggère un potentiel de minéralisation plus élevé des hydrogels ADCNC/SF/PEEK. Les matrices anioniques dans la structure d'échafaudage sont liées aux ions calcium sécrétés pour la formation de niches de nucléation42. Les autres études ont évalué le dépôt de calcium dans des hydrogels de fibroïne de soie et de nanocristaux de cellulose sur des cellules mésenchymateuses de moelle osseuse humaine et ont suggéré que ce squelette augmentait le dépôt de calcium et la formation de cytosquelette37,60,61.

Les gènes d'ostéogenèse et l'expression des protéines ont été mesurés par des techniques de PCR en temps réel et de western blot dans les groupes étudiés. L'expression de trois marqueurs spécifiques ostéogéniques (Runx2, OCN et Col1α1) a été mesurée au niveau des gènes et des protéines dans les hDPSC exposés à des hydrogels fabriqués. L'évaluation de ces marqueurs a révélé une expression plus élevée dans les cellules avec ADCNCS/SF et ADCNCS/SF/PEEK. Ces résultats suggèrent la grande capacité d'induction ostéogénique de l'hydrogel fabriqué pour les applications de régénération osseuse. Il existe deux phases dans la formation osseuse naturelle : l'ossification endochondrale et intramembraneuse. Le premier nécessite des modèles de cartilage, tandis que le second est dû à la condensation mésenchymateuse. La différenciation des cellules souches mésenchymateuses en ostéoblastes implique divers facteurs de transcription et de signalisation36,62. Par exemple, l'expression de Runx2 est obligatoire pour différencier les cellules souches mésenchymateuses dans le phénotype ostéoblastique63. Par conséquent, les quantités plus élevées de ce marqueur dans ADCNCS / SF et ADCNCS / SF / PEEK par rapport au groupe témoin suggèrent le potentiel ostéogénique plus élevé des hDPSC après exposition à des hydrogels fabriqués.

L'autre facteur exprimé dans les cellules souches mésenchymateuses immatures et les préostéoblastes est Col1α1. Pendant ce temps, l'ostéocalcine est l'autre marqueur censé s'intégrer dans la matrice osseuse et former les ostéocytes64,65. Un potentiel ostéogénique plus élevé des cellules souches mésenchymateuses de la moelle osseuse a été signalé alors qu'elles étaient ensemencées dans des hydrogels de cellulose chitosane/fibroïne de soie. Les auteurs ont précisé que les groupes fonctionnels d'hydrogel facilitent la formation d'apatite dans la matrice extracellulaire60. Liu et al. ont indiqué la capacité de différenciation ostéoblastique des cellules souches mésenchymateuses de la moelle osseuse dans des constructions 3D de PEEK66. Certaines études ont suggéré la capacité ostéogénique accrue du PEEK lorsqu'il est incorporé ou modifié par différentes substances19,22,24,48. Le squelette ADCNC/SF soutient grandement l'amélioration des propriétés biologiques de ce matériau. Par conséquent, la structure appropriée des hydrogels fabriqués a facilité la différenciation ostéogénique des DPSC. Cette expression plus élevée a même été observée dans les niveaux de protéines dans différentes études utilisant des structures et des matériaux de squelette similaires37,67.

Dans cette étude, nous avons utilisé des modèles de rats pour déterminer la formation osseuse dans les défauts osseux de taille critique. Une analyse CBCT a été effectuée et un logiciel de simulation a été utilisé pour évaluer la reconstruction 3D et le volume osseux. De plus, des colorations H&E ont été réalisées sur des échantillons osseux. L'os nouvellement formé a été observé dans les deux groupes expérimentaux contenant l'hydrogel. La procédure de cicatrisation était supérieure dans ces groupes par rapport aux défauts osseux de taille critique sans aucun traitement. Ces résultats suggèrent le microenvironnement approprié des hydrogels pour la régénération osseuse. Les effets positifs du biomatériau à base de nanocristaux de cellulose ou de la régénération du tissu osseux ont été rapportés précédemment37,60. De plus, il a été démontré que l'incorporation d'échafaudages à base de fibroïne de soie avec des céramiques et d'autres molécules bioactives améliorait l'expression de marqueurs ostéogéniques et augmentait la régénération osseuse dans les défauts osseux68. L'étude actuelle a incorporé de la fibroïne de soie avec de la cellulose nanocristalline et du PEEK en tant qu'hydrogel de formation injectable in situ. Bien que nous n'ayons pas évalué les propriétés biomécaniques de l'os nouvellement formé, nos résultats ont confirmé l'induction ostéogénique souhaitable pour la régénération des défauts crâniens de taille critique. Des recherches plus approfondies concernant l'optimisation de cet échafaudage pour les zones porteuses telles que les mâchoires, compte tenu d'un plus grand nombre de groupes d'étude, y compris les implants orthopédiques à base de PEEK, sont nécessaires pour les études futures.

Des cocons de soie de Bombyx mori (B. Mori) ont été obtenus par le Silkworm Research Center (Gilan, Iran). La poudre de cellulose microcristalline (MCC) a été gracieusement offerte par Zahravi Pharmaceutical Company (Iran). Le periodate de sodium (NaIO4), le diméthylsulfoxyde (DMSO), le bromure de lithium (LiBr), le carbonate de sodium (Na2CO3) et le sac de dialyse (MWCO = 3 000 et 12 000 Da) ont été achetés auprès de Sigma-Aldrich Co. (St Louis, MO, USA ). Le PEEK a également été acheté auprès de Merck (taille moyenne des particules 80 microns, GF75065755).

Les cocons de vers à soie ont été coupés en morceaux puis dégommés pendant 30 min dans une solution bouillante de Na2CO3 pour éliminer les protéines de séricine. Ensuite, les échantillons ont été rincés abondamment, désionisés à l'eau plusieurs fois et séchés à l'air pendant la nuit. Ensuite, les échantillons ont été trempés dans du bromure de lithium 9, 3 M (1 g dans 4 ml) pendant 4 h à 60 ° C, puis dialysés (3 kDa MWCO) pour éliminer LiBr pendant 4 jours. La solution obtenue a été centrifugée pour éliminer les débris résiduels pour une utilisation ultérieure.

La solution CNC a été préparée selon nos travaux précédents69,70. Après cela, la réaction de la solution de CNC avec une solution de NaIO4 (300 µg/mL) a été effectuée dans l'obscurité pendant 8 h. Pour mettre fin à la réponse, 600 µL d'éthylène glycol ont été ajoutés à la solution, puis la solution a été dialysée pour une purification supplémentaire. Le produit final a été lyophilisé pour obtenir la poudre d'ADCNC.

À cette fin, les solutions préparées de fibroïne de soie (~ 7 %) et d'ADCNC (~ 0,5 % en poids) ont été transférées dans deux fûts puis injectées dans un moule, puis maintenues pendant 30 min pour obtenir l'hydrogel (Fig. 11.A ). L'hydrogel a été préparé à l'aide d'une seringue à double corps avec une aiguille de jauge (21 G). Pour l'hydrogel contenant du PEEK, la poudre (10 % en poids) a été ajoutée à la solution d'ADCNC.

(A) Injectable ADCNCs/SF/PEEK hydrogel. (B) Défaut osseux de taille critique (8 mm) dans le crâne de rat (C) ADCNCs/SF/PEEK hydrogel dans le défaut créé (D) Fermeture d'incision.

Nous avons calculé la teneur en aldéhydes pour évaluer le degré d'oxydation des ADCNCs71,72. Tout d'abord, 2 ml de solution de chlorhydrate d'hydroxylamine (0, 35 M) ont été ajoutés à 1 ml de solution d'ADCNC (pH = 5, 0), puis agités pendant 8 h à 55 ° C. Les valeurs d'alimentation de la solution de NaOH (0,5 M) ont été enregistrées comme Vc et Vb pour le titrage des ADCNC et des CNC. Le poids moléculaire des ADCNC est d'environ 162 g/mol. Ensuite, la teneur en aldéhyde a été estimée par l'équation suivante :

où m est le poids sec (g) de l'échantillon ADCNCs.

Cette étude a utilisé l'appareil TGA (TGA/SDTA 851/Mettlear Toledo, Espagne) sous atmosphère d'azote (20 mL/min). La plage de température était de 30 °C à 600 °C à une vitesse de chauffage de 10 °C/min. Dans des pastilles de KBr compressées, les spectres FTIR des hydrogels ont été enregistrés avec une résolution (4, 0 cm-1) et 16 balayages par minute par Bruker Tensor 27. La plage de nombres d'onde a été définie entre 400 et 4 000 cm-1. Le test du tube inversé a été considéré pour calculer le temps de gélification.

L'analyse du test de balayage de fréquence a été complétée avec une gamme de fréquences de 1 à 100 rad/s et une déformation régulière de ɤ = 0,01. La viscosité dynamique, le module de stockage (G′) et le module de perte (G″) ont été évalués.

Les hydrogels ont été trempés dans 20 ml de solution saline tamponnée au phosphate (PBS, pH = 7,4). Ensuite, les échantillons ont été placés dans un incubateur à agitation à 37°C. Après des intervalles de temps prédéterminés (1, 2, 4, 6 et 8), les morceaux ont été retirés du milieu et séchés sous vide. La dégradation a été quantifiée à l'aide de l'équation suivante :

où Wi est la masse de polymère sec initiale et Wf est la masse de polymère sec à la fois.

Pour évaluer la capacité de gonflement des hydrogels, les échantillons spécifiés ont été plongés dans de l'eau déionisée à 37 ° C. En résumé, dans un premier temps, le poids sec des hydrogels a été mesuré (Wd), puis les hydrogels gonflés ont été pesés après 1, 6, 12, 24, 48, 72 et 96 h (Ws). Le degré de gonflement (SD) a été enregistré selon l'Eq :

Les HDPSC ont été achetées à l'Université Shahid Beheshti et cultivées dans du milieu d'Eagle modifié à haute teneur en glucose de Dulbecco (DMEM/HG ; numéro de catalogue : 31600083 ; Gibco ; États-Unis) contenant 10 % de sérum bovin fœtal (FBS ; Gibco) et 1 % de pénicilline/streptomycine (Gibco, États-Unis). Après avoir atteint 80 % de confluence, les cellules ont été trypsinisées (Gibco, Singapour) et ensemencées sur les échafaudages stérilisés pour des tests in vitro.

La morphologie de surface et la structure des échafaudages ADCNCS/SF/PEEK avec et sans hDPSC ont été évaluées par SEM trois jours après l'ensemencement. Avant l'évaluation, les hDPSC ont été fixés dans du glutaraldéhyde à 2,5 % sur les échafaudages, comme décrit récemment73. Après fixation, les hydrogels contenant des hDPSC ont été déshydratés à l'aide d'une série graduée de concentrations d'alcool (50, 70, 90 et 100 %)74. Ensuite, des échafaudages avec et sans cellules souches ont été coupés en trois spécimens et recouverts d'une épaisse couche d'or. Pour caractériser ces échantillons, FE-SEM 1430 vp (MIRA3 FEG-SEM—Tescan, Tchèque) a été appliqué.

Les effets des échafaudages synthétisés sur les hDPSC ont été évalués par le test MTT. En bref, 5 × 103 cellules ont été ensemencées sur des échafaudages ADCNC/SF et ADCNCS/SF/PEEK dans les plaques à 96 puits. Les hDPSC ont été cultivées sans échafaudages sur la surface en polystyrène de trois puits dans la même plaque et ont été considérées comme un groupe témoin. Après 1, 3 et 5 jours, 50 μL de solution de bromure de 3-(4,5-diméthylthiazol-2-yl-2, 5-diphényltétrazolium) (Invitrogen, Carlsbad, CA, USA) (5 mg/mL) ont été ajoutés au milieu et après incubation pendant 4 h à 37 °C et 5 % CO2 ; le milieu a été remplacé par 100 μL de DMSO et le changement de couleur de la solution de cristaux de formazan violet a été mesuré par un lecteur de microplaques (BioTek, USA) à la longueur d'onde de 570 nm.

L'accumulation de calcium des hDPSC ensemencés sur les hydrogels ADCNCS/SF et ADCNCS/SF/PEEK a été mesurée à l'aide de la coloration au rouge d'alizarine pour déterminer la minéralisation de ces cellules. 5 × 105 cellules ont été ensemencées sur les hydrogels synthétisés, qui ont été placés dans des plaques à 6 puits comme suit ; trois puits ont été remplis d'hydrogels ADCNCS/SF, trois puits ont été remplis d'ADCNCS/SF/PEEK et trois puits contenaient des hDPSC sans échafaudages, qui étaient considérés comme le groupe témoin. Après quatorze jours, les cellules ont été fixées avec du paraformaldéhyde à 2 % (Sigma-Aldrich Co.) et lavées avec du PBS. Ensuite, les cellules ont été colorées avec du rouge d'alizarine 40 mM (pH 4,2, Sigma-Aldrich Co.) pendant 40 min dans l'obscurité à température ambiante. Enfin, les puits ont été lavés trois fois avec de l'eau distillée et laissés sécher. Les plaques de culture ont été photographiées au microscope optique pour montrer des nodules minéralisés qui sont apparus avec un centre rouge foncé et une zone périphérique rouge clair. Pour l'analyse quantitative, après avoir ajouté une solution d'acide acétique à 10 % pendant 30 minutes et secoué, une solution d'hydroxyde d'ammonium à 10 % a été ajoutée pour neutraliser la réaction. L'intensité de la couleur a été déterminée à l'aide d'un lecteur ELISA (BioTek, USA) à 405 nm.

L'activité de la phosphatase alcaline des hDPSC ensemencés sur des hydrogels synthétisés a été déterminée sur la base des instructions du fabricant (kit de dosage ALP, Pars Azmoon, Iran). Des plaques similaires ont été préparées dans les mêmes conditions que le test ARS. Sept jours après l'ensemencement des cellules, les échantillons ont été lavés deux fois avec du PBS et lysés dans un tampon de lyse alcalin. Après 45 minutes d'incubation, la concentration de P-nitrophénol a été mesurée à 405 nm et les résultats ont été rapportés en UI/mg de protéine.

1 × 106 hDPSC ont été cultivés sur les échafaudages synthétisés, qui ont été placés sur les plaques à six puits. Après quatorze jours, l'ARN total a été extrait conformément aux instructions de fabrication par le tampon Ambion TRIzol (Cat No: 15596–026, Invitrogen, USA), et la qualité de l'ARN obtenu a été déterminée avec Nanodrop (Thermo Scientific, Waltham, MA, USA) . Ensuite, 1 μg d'ARN total a été utilisé pour la synthèse d'ADNc par un kit de synthèse d'ADNc (Cat No: YT4500). Le niveau d'expression de trois gènes pour la différenciation ostéogénique a été évalué par des amorces spécifiques, notamment Runx2, OCN et COL1A1 (tableau 1). Le gène de la β-actine a été utilisé comme gène domestique pour la normalisation. L'expression a été mesurée par un système RT-PCR (LightCycler 96). Chaque donnée a été répétée dans trois expériences distinctes et trois fois. L'analyse des données a été réalisée par la méthode Pfaffl75.

Le test d'immunotransfert a été réalisé pour évaluer le niveau d'expression des protéines ostéogéniques dans les hDPSC ensemencés sur des hydrogels ADCNCS/SF et ADCNCS/SF/PEEK. Les HDPSC ont été ensemencées sans échafaudages considérés comme un groupe témoin. Ce test a été réalisé selon les protocoles standards décrits dans notre précédente étude76. En bref, après sept jours, les cellules ont été lysées dans une solution tampon de lyse cellulaire glacée (NaCl, NP-40 et Tris – HCl), comprenant des inhibiteurs d'enzymes cocktail. Les solutions ont été soniquées puis centrifugées à 14 000 g pendant 20 min. Le surnageant a été analysé pour la teneur en protéines totales par le système de spectrophotomètre Picodrop (modèle n° : PICOPET01, n° de série 000212/1) et résolu par la méthode SDS-PAGE. La solution d'anticorps primaire suivante a été ajoutée aux échantillons, puis a été incubée pendant une nuit à 4 ° C ; Runx2 (RUNX2 (F-2), Cat No : sc-390351, Santa Cruz Biotechnology, Inc.), collagène de type Ι alpha Ι (COL1α1 (3G3), Cat No : sc-293182, Santa Cruz Biotechnology, Inc.), ostéocalcine (OCN (FL-100), Cat No: sc-30044, Santa Cruz Biotechnology, Inc.) et β-Actin (Cat No: sc-47778, Santa Cruz Biotechnology, Inc.). Les échantillons ont été incubés avec un anticorps anti-IgG secondaire conjugué à la HRP (Cat No: sc-2357, Santa Cruz Biotechnology, Inc.) pendant 1 h à température ambiante. Le kit de solution ECL plus (BioRad) a été utilisé pour détecter les transferts immunoréactifs. La visualisation des protéines réactives sur le processus de transfert a été effectuée conformément aux instructions du fabricant. Cette expérience a été réalisée en triple.

Douze rats Wistar matures, âgés de 8 semaines et pesant de 3500 à 400 g, ont été inclus dans l'étude actuelle et répartis au hasard en trois groupes. Chaque groupe contenait quatre rats, qui ont été maintenus seuls dans des boîtes exemptes d'agents pathogènes pendant sept jours pour être adaptés à l'état de l'animalerie. Cette condition comprenait une température de 22 ± 5 °C, une humidité de 50 à 60 % et un cycle d'obscurité/lumière pendant 12 h. Tous les rats avaient accès à de la nourriture standard pour rats et de l'eau dans la même quantité et dans les mêmes conditions.

Pour évaluer l'effet d'ostéogenèse des hydrogels synthétisés, un défaut de 8 mm de diamètre a été créé dans le crâne de chaque rat (Fig. 11B). Pour l'anesthésie, un mélange kétamine (Rotexmedica, Trittau, Allemagne)/xylazine (Alfasan, Pays-Bas) (45/10 mg/kg) a été injecté par voie intramusculaire. La zone crânienne a été rasée et désinfectée avec de la povidone iodée. Après cela, une incision nette d'environ 25 mm a été pratiquée avec la lame chirurgicale n° 13. Prichard Periosteal Elevator a été utilisé pour rétracter les tissus. Ensuite, un défaut de huit mm a été créé par la fraise trépan du kit d'implant dentaire (DASK, Dentium Advanced Sinus Kit, Corée du Sud) tandis que le site chirurgical était refroidi par une solution saline stérile. Les défauts créés chez quatre rats ont été comblés par ADCNCS/SF, tandis que les quatre autres taux ont reçu des hydrogels ADCNCS/SF/PEEK (Fig. 11C). Les sites de défaut chez les quatre rats restants ne se sont remplis d'aucun matériau et ont été considérés comme le groupe témoin. Les incisions ont été suturées à l'aide de soie tressée noire chirurgicale 3/0 USP non résorbable (HURTEB Medical Devices, Téhéran, Iran) (Fig. 11D). Pour la douleur postopératoire, l'injection sous-cutanée de Piroxicam (Exir, Téhéran, Iran) a été réalisée pour chaque rat immédiatement après la chirurgie et 24 h plus tard. Après que les rats soient devenus actifs, ils ont été transférés dans leurs boîtes et ont reçu de la nourriture et de l'eau, comme mentionné. Les sites de chirurgie ont été recouverts de pommade cutanée à la gentamicine pour prévenir l'infection. Les sutures ont été enlevées sept jours après la chirurgie.

Après huit semaines, les rats ont été sacrifiés par surdosage de pentobarbital (100 mg/kg) et les zones de défaut ont été retirées du crâne de chaque rat avec des marges de sécurité supplémentaires de 2 mm. Après le prélèvement d'échantillons d'os, les carcasses ont été jetées par inhumation.

Les morceaux d'os ont été lavés avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pour éliminer le tissu environnant attaché et fixés dans du formol tamponné neutre à 10% (Pars Chemie, Téhéran, Iran). La néoformation osseuse a été analysée à l'aide d'une évaluation radiologique (CBCT) et histologique (H&E).

Après avoir sacrifié les rats et récolté les segments osseux, les échantillons ont été scannés avec Cone Beam Computed Scan (CBCT, NewTom VGi, Vérone, Italie). La direction du cône a été placée parallèlement à la surface coronale des défauts osseux comme décrit précédemment77. Pour créer une reconstruction 3D, l'analyse a été réalisée avec Mimics Medical 21.0 (Materialise, Louvain, Belgique) et le volume total de formation osseuse a été mesuré. En bref, les fichiers DICOM ont été téléchargés sur le logiciel, et pour la reconstruction, les seuils inférieur et supérieur variaient entre 0 et 700 unités Hounsfield. Le volume osseux total a été mesuré dans la région cylindrique (8 mm × 1 mm). Quatre modèles de défauts ont été calculés pour chaque groupe et les données ont été rapportées sous forme de moyenne ± ET.

Suite à l'analyse CBCT, tous les échantillons ont été décalcifiés. Dans ce procédé, de l'acide nitrique à 3 % (7697-37-2, Sigma, USA) a été utilisé pour la décalcification78. Après décalcification, les échantillons ont été coupés en deux et déshydratés par le gradient de solutions d'éthanol dans un processeur de tissus (MeyMed, DS 2080/H, Téhéran, Iran). Les échantillons déshydratés ont été inclus dans des blocs de cire de paraffine (HistoWax, SCILAB, UK). Les échantillons ont été sectionnés en lames histologiques de 5 μm à l'aide d'un microtome rotatif (DID SABZ, DS 4055, Urmia, Iran), puis transférés sur des lames de verre et collés avec un milieu de montage (05-BMHM100, Bio Mount HM, Milano, Italie). De l'hématoxyline (PadtanTeb, Téhéran, Iran) et de l'éosine (CARLO ERBA), ont été réalisées pour observer la néoformation osseuse au microscope optique (Olympus).

Les analyses statistiques ont été réalisées à l'aide du logiciel Prism (version 8.0, GraphPad, San Diego, CA, USA). Le test de Kolmogorov-Smirnov a analysé la normalité et l'homogénéité de la distribution des données. Les valeurs continues avec une distribution normale ont été rapportées sous forme de moyenne ± SD et analysées par le test t de Student, l'ANOVA unidirectionnelle et l'analyse post hoc de Tukey. La valeur P < 0,05 était considérée comme statistiquement significative. Toutes les expériences ont été réalisées en triple.

Toutes les expériences de l'étude actuelle ont été confirmées par la directive publiée The Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publication No. 85–23, révisée 1996) et rapportées conformément aux directives ARRIVE, et approuvées par le comité d'éthique de l'Université de Tabriz de Sciences médicales (IR.TBZMED.REC.1400.103) conformes à la déclaration d'Helsinki.

Toutes les données générées et/ou analysées au cours de cette étude sont incluses dans cet article publié. Les ensembles de données utilisés et/ou analysés au cours de la présente étude sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.

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Le vice-chancelier de la recherche de l'Université des sciences médicales de Tabriz est reconnu pour son soutien financier accordé à cette étude.

Cette étude a été réalisée sur la base d'une thèse enregistrée à l'Université des sciences médicales de Tabriz (numéro 65692). Cet institut n'a pas été impliqué dans la conception de l'étude, la collecte, l'analyse et l'interprétation des données et la rédaction du manuscrit.

Centre de recherche dentaire et parodontale, Faculté de médecine dentaire, Université des sciences médicales de Tabriz, Tabriz, Iran

Mahdieh Alipour

Centre de recherche sur la nutrition, Université des sciences médicales de Tabriz, Tabriz, Iran

Marjan Ghorbani

Département de radiologie buccale, Faculté de médecine dentaire, Université des sciences médicales de Tabriz, Tabriz, Iran

Masume Johari Khatoonabad

Centre de recherche sur les cellules souches, Université des sciences médicales de Tabriz, Tabriz, Iran

Marziyeh Aghazadeh

Département de médecine buccale, Faculté de médecine dentaire, Université des sciences médicales de Tabriz, rue Daneshgah, rue Golgasht, Tabriz, 5166614711, Iran

Marziyeh Aghazadeh

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MA, MA et MG ont contribué à la conception des expériences, à la révision du manuscrit et à la supervision de toutes les expériences. MA, MA et MG ont réalisé toutes les expériences et analysé les données. MJK a participé aux évaluations radiologiques. MA, MG et MA ont rédigé le manuscrit et dessiné des diagrammes. Les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final.

Correspondance à Marziyeh Aghazadeh.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Alipour, M., Ghorbani, M., Johari khatoonabad, M. et al. Un nouvel hydrogel injectable contenant du polyétheréthercétone pour la régénération osseuse dans la région craniofaciale. Sci Rep 13, 864 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-022-23708-6

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Reçu : 16 avril 2022

Accepté : 03 novembre 2022

Publié: 17 janvier 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-23708-6

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